本项目的指导教师拥有丰富的科研经验和深厚的专业知识。在项目的试验思路和试验设计方面提供了宝贵的指导,并在试验的关键节点提供战略性建议。同时,为本项目提供了必要的实验材料和设备支持,保证了试验的顺利开展,此外,还协助团队成员进行数据分析和结果解释,为团队成员提供撰写学术论文和申请专利的指导,极大地促进了项目成果的转化。
本项目的指导教师拥有丰富的科研经验和深厚的专业知识。在项目的试验思路和试验设计方面提供了宝贵的指导,并在试验的关键节点提供战略性建议。同时,为本项目提供了必要的实验材料和设备支持,保证了试验的顺利开展,此外,还协助团队成员进行数据分析和结果解释,为团队成员提供撰写学术论文和申请专利的指导,极大地促进了项目成果的转化。
序号 | 学生 | 所属学院 | 专业 | 年级 | 项目中的分工 | 成员类型 |
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王申申 | 农学院 | 农学 | 2022 | 统筹与组织 |
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施梦媛 | 农学院 | 农学 | 2022 | 调研与数据收集 |
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孙思然 | 农学院 | 农学 | 2022 | 撰写相关文献 |
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黄家豪 | 农学院 | 农学 | 2022 | 项目组织协调,监督各环节进行 |
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刘佳昕 | 农学院 | 农学 | 2022 | 调研与数据收集 |
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序号 | 教师姓名 | 所属学院 | 是否企业导师 | 教师类型 |
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赵强 | 农学院 | 否 |
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镉(Cd)是世界范围内公认的高毒、高持久、高富集的重金属元素[1]。由于其来源广泛(矿山开采污染、有色金属冶炼污染、农业生产污染、城市发展污染),已经成为我国农田土壤及水体中最主要的重金属污染物之一[2-3]。据2014年环境保护部和国土资源部联合公布的《全国土壤污染状况调查公报》显示,全国Cd污染土壤的点位超标率达到7%,Cd污染农田面积超过1.3万公顷,涉及11个省市的25个地区。目前,我国每年约有1200万吨粮食受土壤重金属污染,严重威胁我国的食品安全。
研究表明,Cd可导致生物体内产生多种形式的DNA损伤,从而对生物体产生细胞毒性和遗传毒性。在逆境胁迫下,植物从营养生长快速的转变为生殖生长,以保证后代的延续性。但大量的实验结果表明,逆境条件下收获种子的DNA基因稳定性未受到较大的影响,这可能是植物已经进化出复杂的DNA损伤修复机制以维持遗传信息的高度稳定性。其中,DNA MMR (Mismatch repair) 家族在Cd诱导的DNA损伤信号传导和损伤应答中起到了关键性的作用。
综上所述,本项目围绕DNA MMR家族中关键基因MSH2的miRNA调控机制进行研究,明确拟南芥MSH2基因的靶向调控miRNAs,分析miRNAs靶向调控MSH2基因影响拟南芥Cd胁迫耐受性、Cd积累的作用机制,为深入阐明拟南芥的Cd胁迫响应调控网络、选育耐Cd、低Cd积累的作物品种提供理论依据。
主要研究内容
(1)利用miRNAs测序和生物信息学预测的方法初步筛选靶向MSH2基因的候选miRNAs;
(2)利用双荧光素酶报告系统,在烟草中体外验证miRNAs和MSH2基因的靶向关系;
(3)构建拟南芥miRNAs过表达和msh2植株系,验证miRNAs和MSH2基因的靶向关系;
(4)在Cd胁迫下,分析野生型和突变型拟南芥miRNAs表达的变化,及对拟南芥胁迫响应功能的影响。
1. DNA MMR系统在Cd诱导的DNA损伤修复中的作用研究
Cd是植物生长的非必需金属元素,但是可以利用其他必需元素的二价金属离子(例如Zn2+、Mn2+、Fe2+、Ca2+等)的膜蛋白转运体而被植物根系吸收[1]。Cd可直接作用于DNA碱基对的氢键,导致植物产生各种可逆或不可逆的DNA损伤,如碱基不匹配、插入/删除环、DNA加合物、DNA链交联和断裂等[2-3]。并且,Cd胁迫可以诱导植物体内产生大量的活性氧,对DNA或RNA形成氧化修饰,间接导致DNA损伤[4-5]。
DNA损伤信号能够被DNA损伤信号感受器,包括MutS、单链结合蛋白RPA (Replication protein A)复合体和MRN(MRE11-RAD50-NBS1)复合体,识别并传递,从而激活ATM/ ATR激酶,进而调控细胞周期阻滞、细胞内复制、细胞凋亡和DNA损伤修复等生物进程[6]。其中,由DNA MMR家族构成的MutS复合体(包括MutSα,MutSβ和MutSγ)是Cd胁迫引起的DNA损伤信号的主要传感器[7-9]。其中MutSα(由MSH2和MSH6蛋白构成)和MutSγ(由MSH2和MSH7蛋白构成)主要负责识别DNA序列中1-2个碱基错配,而MutSβ(由MSH2和MSH3蛋白构成)主要识别由2-12个碱基错配修复引起的插入/缺失环[9]。当DNA错配信息被识别后,MutLα(由MLH1和PSM1蛋白构成)被招募,并与结合在DNA链上的MutSα /β /γ 形成临时复合体,并通过PCNA和RFC信号通路启动DNA MMR反应[10];同时MutLα- MutSα复合体还能够通过ATM/ ATR信号途径启动细胞周期检验点,调控细胞周期相关基因表达和细胞周期进程[8]。在拟南芥和大豆中,MSH2和MSH6作为Cd诱导的DNA损伤信号的主要传感器,参与细胞周期的G2/M期阻滞 [8-9]。DNA损伤信号引起的细胞周期阻滞,为DNA损伤的修复提供充足的时间,对维护生物体遗传信息的高保真性具有重要意义。另有研究表明,MutSα复合体中的MSH2可直接向ATR传递损伤信号,激活ATR-ATRIP途径[11-12];MSH2也可以招募DNA修复蛋白和MutLα复合体,并将损伤信号传递并激活ATM [13-14];活化后的ATM/ATR激活细胞周期检验点,并通过一系列的信号转导最终激活DNA损伤修复反应[15]。
2. miRNAs在植物生长发育和逆境胁迫中的调控作用研究
miRNAs是真核生物体内普遍存在的、长度为18-25个核苷酸(nt)的内源性非编码单链小分子RNA,能够与靶基因mRNA上的一些序列进行特异性的结合,诱导靶基因mRNA被剪切或抑制其翻译,从而在转录后水平上调控靶基因的表达[16] 。大量的研究结果表明,miRNA作为一种基因表达的负调控因子,参与了植物生长发育、胁迫应答、激素分泌与信号转导等多种生理代谢过程,在植物的非生物胁迫响应,特别是重金属胁迫响应中发挥了重要作用。
最新的研究表明,miRNAs也是植物之间互作的信号物质。植物体内的miRNAs还可以通过韧皮部进行长距离运输,从而发挥信号作用[17]。并且,局部应激产生的miRNAs也能够通过韧皮部运输到达植物的其它组织,发挥基因调控表达的作用。植物分泌的miRNAs能够影响相邻植株的基因表达[18]。而且,研究证明,通过局部添加外源人工合成的miRNAs(double-stranded RNAs,dsRNAs)能够激活植物体内的RNAi机制,调控整株植物内靶基因的表达[19]
随着miRNA测序和降解组分析等高通量测序技术的发展和普及,越来越多的miRNAs和其靶基因被鉴定,其在生物生理代谢及逆境胁迫响应中的作用也逐渐的被明确。并且,在人类和动物医学等相关领域,miRNAs作为肿瘤等疾病分子标记物的作用也不断被开发[20-22]。尽管如此,植物中靶向MMR系统中关键基因的miRNAs的鉴定及其在Cd胁迫响应中的作用机制研究,在国内外报道尚少。
主要参考文献:
[1]
Wang,
M, Duan, S, Zhou, Z, et al., 2018.
Foliar spraying of melatonin confers cadmium tolerance in Nicotiana tabacum
L[J]. Ecotoxicology and Environmental Safety, 15 (170): 68-76. DOI:
10.1016/j.ecoenv.2018.11.127
[2]
Bagchi,
D, Joshi, SS, Bagchi, M, et al., 2000.
Cadmium- and chromium-induced oxidative stress, DNA damage, and apoptotic cell
death in cultured human chronic myelogenous leukemic K562 cells, promyelocytic
leukemic HL-60 cells, and normal human peripheral blood mononuclear cells[J]. Journal
of Biochemical and Molecular Toxicology, 14(1): 33-41. DOI:
10.1002/(sici)1099-0461(2000)14:1<33::aid-jbt5>3.0.co;2-y
[3]
Wang,
H, He, L, Song, J, et al., 2016.
Cadmium-induced genomic instability in Arabidopsis: Molecular toxicological
biomarkers for early diagnosis of cadmium stress[J]. Chemosphere, 150 (5):
258-265. DOI: 10.1016/j.chemosphere. 2016.02.042
[4]
Chmielowska-Bk,
J, Izbiańska, K, Ekner-Grzyb, A, et al., 2017.
Cadmium Stress Leads to Rapid Increase in RNA Oxidative Modifications in
Soybean Seedlings[J]. Frontiers in Plant Science, 8: 2219. DOI: 10.3389/fpls.2017.02219
[5]
Higo,
T, Naito, AT, Sumida, T, et al., 2017.
DNA single-strand break-induced DNA damage response causes heart failure[J].
Nature Communications, 8: 15104. DOI:
10.1038/ncomms15104
[6]
Zhu,
JK, 2003. Regulation of ion homeostasis under salt stress[J]. Current opinion
in plant biology, 6(5): 441-445. DOI: 10.1016/S1369-5266(03)00085-2
[7]
Wang,
H, Cao, Q, Zhao, Q, Arfan, M, et al., 2020.
Mechanisms used by DNA MMR system to cope with Cadmium-induced DNA damage in
plants[J]. Chemosphere, 246. DOI:
10.1016/j.chemosphere.2019.125614
[8]
Cao,
X, Wang, H, Zhuang, D, et al., 2018.
Roles of MSH2 and MSH6 in cadmium-induced G2/M checkpoint arrest in Arabidopsis
roots[J]. Chemosphere, 201: 586-594. DOI: 10.1016/j.chemosphere.2018.03.017
[9]
Zhao,
Q, Wang, H, Du, Y, et al., 2020. MSH2 and MSH6 in Mismatch Repair System Account for Soybean (Glycine max (L.) Merr.) Tolerance to
Cadmium Toxicity by Determining DNA Damage Response[J]. Journal of Agricultural and Food
Chemistry, 68(7):
1974-1985. DOI: 10.1021/acs.jafc.9b06599
[10]
Marina,
Elez, Miroslav, Radman, Ivan, Matic, 2012. Stoichiometry of MutS and MutL at
unrepaired mismatches in vivo suggests a mechanism of repair[J]. Nucleic Acids
Research, 40(9): 3929-3938. DOI: 10.1093/nar/gkr1298
[11]
Edelbrock
M A , Kaliyaperumal S , Williams K J, 2013. Structural, molecular and cellular
functions of MSH2 and MSH6 during DNA mismatch repair, damage signaling and
other noncanonical activities[J]. Mutation research, 13, 743:53-66. DOI: 10.1016/j.mrfmmm.2012.12.008
[12]
Wang,
X, Ran, T, Zhang, X, et al., 2017.
3.9 structure of the yeast Mec1-Ddc2 complex, a homolog of human ATR-ATRIP[J].
Science, 358(6367):1206-1209. DOI:
10.1126/science.aan8414
[13]
Stojic,
L.,2004. Mismatch repair-dependent G2 checkpoint induced by low doses of SN1
type methylating agents requires the ATR kinase[J]. Genes & Development,
18(11).1331-1344. DOI: 10.1101/gad.294404
[14]
Wang
X, Chu H , Lv M , et al., 2016.
Structure of the intact ATM/Tel1 kinase[J]. Nature Communications, 7:11655. DOI:10.1038/ncomms11655
[15]
Tiwari R, Rajam M V. 2022. RNA-and miRNA-interference to enhance abiotic
stress tolerance in plants. Journal of Plant Biochemistry and Biotechnology. DOI: 10.1007/s13562-022-00770-9
[16]
Zhao,
Y, Cong, L, Lukiw, WJ, 2017. Plant and Animal microRNAs (miRNAs) and Their
Potential for Inter-kingdom Communication[J]. Cellular & Molecular
Neurobiology, 38: 133–140. DOI:
10.1007/s10571-017-0547-4
[17]
Marín-González, E. and
Suárez-López, P, 2012. “And yet it moves”: cell-to-cell and long-distance
signaling by plant microRNAs[J]. Plant Science. 196, 18–30. DOI:
10.1016/j.plantsci.2012.07.009
[18]
Marzec M, 2022. MicroRNA: a new signal in
plant-to-plant communication[J]. Trends in Plant
Science, DOI:
10.1016/j.tplants.2022.01.005
[19]
Betti
F, Ladera-Carmona M J, Weits D A, et al.,
2021. Exogenous miRNAs induce post-transcriptional gene silencing in
plants[J]. Nature Plants, 7(10): 1379-1388. DOI:
10.1038/s41477-021-01005-w
[20]
M
Konno,J Koseki,A Asai,et al., 2019. Distinct methylation levels
of mature microRNAs in gastrointestinal cancers[J]. Nature Communications, 10(1):3888.
DOI: 10.1038/s41467-019-11826-1
[21] Zhong S, Golpon H, Zardo P, et al., 2021. miRNAs in lung cancer. A systematic review identifies predictive
and prognostic miRNA candidates for precision medicine in lung cancer[J]. Translational
Research, 230: 164-196. DOI:
10.1016/j.trsl.2020.11.012
[22] Rajendiran S, Maji S, Haddad A, et al., 2021. MicroRNA-940 as a
Potential Serum Biomarker for Prostate Cancer[J]. Frontiers in oncology, 11:
738. DOI: 10.3389/fonc.2021.628094
2024.6-2024.10:体内和体外验证miRNAs与MSH2基因的靶向关系,构建miRNAs过表达拟南芥株系,
2024.11-2025.04:分析miRNAs靶向调控拟南芥MSH2基因在拟南芥Cd胁迫响应中的作用;
2025.05-2025.06:完成结题报告。
无
开支科目 | 预算经费(元) | 主要用途 | 阶段下达经费计划(元) | |
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前半阶段 | 后半阶段 | |||
预算经费总额 | 5000.00 | 无 | 2500.00 | 2500.00 |
1. 业务费 | 0.00 | 无 | 0.00 | 0.00 |
(1)计算、分析、测试费 | 0.00 | 无 | 0.00 | 0.00 |
(2)能源动力费 | 0.00 | 无 | 0.00 | 0.00 |
(3)会议、差旅费 | 0.00 | 无 | 0.00 | 0.00 |
(4)文献检索费 | 0.00 | 无 | 0.00 | 0.00 |
(5)论文出版费 | 0.00 | 无 | 0.00 | 0.00 |
2. 仪器设备购置费 | 0.00 | 无 | 0.00 | 0.00 |
3. 实验装置试制费 | 0.00 | 无 | 0.00 | 0.00 |
4. 材料费 | 5000.00 | 无 | 2500.00 | 2500.00 |